申请/专利权人：中山大学

申请日：2017-12-26

公开（公告）日：2020-10-20

公开（公告）号：CN108124878B

主分类号：A01N43/54(20060101)

分类号：A01N43/54(20060101);A01N25/02(20060101);A01P21/00(20060101)

优先权：

专利状态码：有效-授权

法律状态：2020.10.20#授权;2018.07.03#实质审查的生效;2018.06.08#公开

摘要：本发明提供了一种类嘧啶化合物在促进水稻体内代谢物合成及激素水平中的应用，所述类嘧啶化合物为6‑甲氧基甲基‑2‑[5‑三氟甲基‑2‑吡啶基]嘧啶‑4‑醇。该化合物可以明显地迅速提高植物抵抗病原菌侵染的能力，而且不会抑制植物的生长和根系统的发育，此外还促进水稻体内代谢物的合成以及激素含量的增加。

主权项：1.一种类嘧啶化合物在抵抗白叶枯病原菌侵染的同时促进水稻体内代谢物合成及激素水平中的应用，其特征在于，所述类嘧啶化合物为6-甲氧基甲基-2-[5-三氟甲基-2-吡啶基]嘧啶-4-醇；所述代谢物包括琥珀酸、苹果酸、苏糖酸中的一种或多种；所述激素为茉莉酸异亮氨酸和或12-氧-植物二烯酸；施用所述类嘧啶化合物的浓度为10μM。

全文数据：类嘧啶化合物在促进水稻体内代谢物合成及激素水平中的应用技术领域[0001]本发明属于生物农药领域，具体涉及一种用于植物诱导抗性的植物激活剂。背景技术[0002]植物病原体和害虫影响着全球农作物的潜在产量和质量。据估计，依照当前作物保护方法，害虫和病原体使作物生产减少20%-40%。随着植物病虫害的发生和危害加剧，农药的生产和消费逐年增加，对农业的生育能力有很大的促进作用。传统上，农业病原体和害虫的控制通常是基于有机杀虫剂的合成。农药具有提高产量，节省劳动力，减少使用化肥的风险等优点，但同时也带来了一系列问题，如导致植物病原体耐药性增强，环境污染，农药残留超标，以及农产品质量下降。到了20世纪60年代，合成有机农药的高毒性和高残留导致的后果越来越严重，甚至威胁人类健康。[0003]近年来，随着科学技术的快速发展，特别是天然产物的生物技术、生物和化学的发展，极大地推动了生物农药的发展。生物农药具有因低残留而对环境安全，因更好的特异性而对非目标生物体安全，同时因作用方式多样化而不易使病虫害产生耐药性等诸多特点，逐渐获得了比以往更多的关注并且展现出巨大的发展潜力。目前，生物农药的生产以每年超过15%的速度增长，几乎是常规农药的三倍每年以5.5%的速度增长）。[0004]植物抵御疾病的一种方法是通过激活它的免疫系统。通过具有诱导属性的分子进行外源处理可以激活植物免疫系统。这些防御诱导型分子包括来源于病原体的分子，例如葡聚糖，N-脱乙酰壳多糖和病原体效应子，还有其它不是来自病原体的天然物质，例如植物激素，以及人工合成的化合物，如苯并噻二唑BTH。这些分子统称为“植物激活剂”，代表了一类对抗病原体强有力的环境友好型工具。此外，与限制微生物繁殖的抗菌化合物如杀菌剂或抗生素相比，植物激活剂作用于植物抗性，从而避免了病原体抗性的发生。[0005]由黄单胞杆菌（XanthomonasoryzaepV.oryzae，Xoo引发的白叶枯病Bacterialleafblight，BLB是一类导致粮食产量巨大损失的全球性水稻细菌性病害，在灌溉和雨养低地区域尤其普遍。白叶枯病主要发生于水稻叶片及叶鞘上，起初叶片向内翻卷，渐渐产生半透明状黄色小斑块，之后沿叶缘一侧或两侧或者沿中脉发展成波纹状的黄绿或灰绿色大面积病斑;病部与健部分界线明显;数日后病斑转为灰白色，远望一片枯槁色，故称白叶枯病。水稻-白叶枯病原菌互作是用于研究植物和病原体之间相互作用的一个经典模型。水稻白叶枯病原菌是一类属于假单胞菌科Pseudomonadaceae的植物病原性革兰氏阴性Gram-negative杆状细菌。它能产生一种称为菌黄素Xanthomonadin的可溶性黄色色素，以及胞外多糖Extracellularpolysaccharide，EPS。白叶枯病通过维管系统进行传播，其主要的初级感染源包括:灌溉水系统，喷洒或雨水以及来自先前作物季节受污染的残株[51]。白叶枯病原菌通常通过叶尖的排水器、损伤的毛状体、叶缘以及叶片或根上的伤口感染水稻叶片，在被覆组织的细胞间隙中迅速繁殖，随后进入木质部导管，导致水稻叶片枯萎病症状。在感染发生的几天之内，细菌细胞和EPS填充木质部导管并通过植物排水器在叶片表面渗出水珠状的分泌物，这是病情的典型症状以及继发感染源。[0006]研究如何有效地防治白叶枯病，不仅对提高粮食安全，也对其它细菌病害的防治提供借鉴。目前对于白叶枯病的防治主要采用抗病育种和化学农药控制的方法。然而抗病育种易导致病原菌生理小种变异从而使抗病水稻品种在3-5年间即抗性丧失，同样传统化学农药的大量使用不仅导致病虫害产生耐药性，而且对生态和社会有不良影响，因此开发环境友好型的绿色农药显得尤为重要。发明内容[0007]本发明的目的是针对以上要解决的技术问题，提供一种植物激活剂，其能够有效诱导植物特别是水稻抵抗病原菌侵染的能力，同时不会抑制植物的生长和根系统的发育，而且能够促进植物植物体内多种初级代谢物的合成。[0008]为此，本发明提供了如下技术方案：[0009]本发明提供了一种类嘧啶化合物在促进水稻体内代谢物合成及激素水平中的应用，所述类嘧啶化合物为6-甲氧基甲基-2-[5-三氟甲基-2-吡啶基]嘧啶-4-醇。[0010]该类嘧啶化合物还可用于植物诱导抗性。[0011]本发明所涉及的上述植物激活剂物理性质为固体状白色粉末，是一种水溶性化合物。分子式为Ci2HiQF3N3〇2,分子量为285.22,化学名称为：6-MethoxymethyD-2-[5-trifluoromethyl-2-pyridyl]pyrimidin-4-〇l，即：6_甲氧基甲基_2-[5_三氣甲基）-2-吡啶基]嘧啶-4-醇。化学结构式如下：[0013]传统植物激活剂苯并噻二唑BTH的水溶性极差溶解度仅为7.7mgL，但在有机溶剂丙酮中溶解性较好溶解度达到28gL。本发明的植物激活剂的结构包含吡啶基及嘧啶环化学基团，本质上属于吡啶并嘧啶类化合物，可以充分溶解于水中，克服了BTH的不足之处。[0014]本发明的化合物以适合于应用形式的常规方式施用。[0015]本发明的所述化合物促进水稻体内的代谢物特别是初级代谢物的合成。特别是有机酸类的合成，包括但不限于琥珀酸、苹果酸、苏糖酸中的一种或多种。[0016]本发明的所述化合物还促进水稻体内的激素水平。特别地，所述激素为茉莉酸异亮氨酸和或12-氧-植物二烯酸。[0017]本发明还提供了一种组合物，该组合物包含上述类嘧啶化合物作为活性化合物。优选地，该组合物包括该类嘧啶化合物和溶剂。更优选地，组合物还包含水作为溶剂。[0018]本发明还提供了应用上述类嘧啶化合物促进水稻体内代谢物合成及激素水平的方法，包括将上述化合物溶于水后，施用于植物的叶面或根部。本发明的化合物以适合于应用形式的常规方式施用。优选地，施用的方式为喷施。优选地，，施用所述类嘧啶化合物的浓度为ΙΟμΜ至ΙΟΟμΜ。[0019]代谢物是细胞进程的终产物，代表生物系统对遗传或环境变化的根本响应。代谢物在细胞维持、生长发育和繁殖中发挥着重要作用。如氨基酸、碳水化合物和有机酸，通常被称为初级代谢产物，即本发明所称的“初级代谢物”。由于这些产物对于确保固着生长植物的正常生长至关重要，因此它们的生化多样性在进化过程中受到限制。然而，它们在结构上非常复杂，在冗余的基因调控下，同时通过反馈机制进行微调，进而在多种多样环境下确定植物的存活率。这些化合物具有不同的作用，包括参与生物和非生物胁迫反应，激素调节，以及在一定程度上对生长发育的影响。[0020]有机酸是在植物体内光合同化物不完全氧化的产物，大部分通过线粒体中的三羧酸循环Tricarboxylicacidcycle,Krebs循环产生，对植物的代谢起着重要的调控作用。目前已有报道的植物体内的有机酸主要有:酒石酸、草酸、苹果酸、柠檬酸、顺丁烯二酸、反丁烯二酸以及抗坏血酸等。它们代表了在代谢途径中不同碳化合物瞬时转换过程中所积累的固定碳贮存池。它们既可以转化为碳水化合物，或者经过终产物氧化，生成二氧化碳和水。它们的碳骨架也可用于氨基酸的生物合成。有机酸的这种“中间”性质决定了它们作为调控者的灵活性，体现在维持氧化还原平衡、ATP的生产和消耗、膜上质子和离子梯度的支持以及细胞外间隙的酸化作用等过程中。越来越多的证据表明，有机酸参与植物生长发育过程。有学者以高粱为研究对象，利用单变量和多变量分析探讨代谢物和两种或多种形态生理性状之间的关系，通过代谢组学与形态生理数据集的整合，以阐明植物代谢，生长和结构之间的联系，结果表明代谢物绿原酸和莽草酸与高粱中的光合作用，早期植物生长和最终生物量测量有关。[0021]研究结果充分表明，本发明的所述化合物可以明显的迅速提高植物特别是水稻）抵抗病原菌侵染的能力，经过其预处理的水稻品种日本晴在白叶枯病原菌的侵染下，抗性基因0sWRKY45、0sRP10a以及0sA0S2的转录水平显著提高，一定浓度例如10μΜ-100μΜ，优选10μΜ-50μΜ，最优选是ΙΟμπι的SI3B不会抑制植物的生长和根系统的发育。通过LC-MS平台对激素的检测结果显示，在病原菌体的处理下，SPB则显著增加了茉莉酸异亮氨酸Jasmonoyl-isoleucine，JA_Ilee和12-氧-植物二稀酸（12-oxo-phytodienoicacid,0PDA的含量，还能一定程度上促进了植物体内多种初级代谢物的合成，特别是有机酸类物质琥珀酸、苹果酸以及苏糖酸的合成。附图说明[0022]图1是预先喷施各种浓度植物激活剂的水稻叶片表型结果。[0023]图2示出了白叶枯病原菌侵染不同处理组水稻后的叶片病斑长度统计结果。[0024]图3示出了接菌后水稻植株激素含量的变化结果。[0025]图4示出了经过不同植物激活剂处理的水稻幼苗株高和根长统计结果。[0026]图5是植物激活剂处理过的水稻体内三种有机酸含量变化结果。具体实施方式[0027]下面结合具体实施例对本发明的技术方案作进一步的详述。但本发明并不限于以下实施例。在以下实施例中，6-甲氧基甲基-2-[5-三氟甲基-2-吡啶基]嘧啶-4-醇以简称化合物SPB指代。[0028]实施例1实验材料与方法[0029]1植物材料与菌种[0030]实验所用植物材料为日本晴水稻OryzasativaL·japonica.cv.Nipponbare。[0031]实验所用细菌菌种为白叶枯病原菌Xanthomonasoryzaepv.oryzae,XooGD-IV株系，均为商购获得。[0032]2实验试剂及溶液配制[0033]BTH母液的配制方法:称取一定量的BTH固体粉末，加入纯丙酮超声溶解至浓度为100mMmmolL的母液，保存于4°C冰箱，避光锡箱纸包住）。[0034]SI3B母液的配制方法:称取一定量的SPB粉末，加入超纯水搅拌或超声至固体全部溶解，配成浓度为ImM的母液，于4°C避光保存。[0035]白叶枯病原菌固体培养基：[0036]表IXoo-培养基配方[0038]1称取300g的新鲜马铃薯，捣碎后放入一定体积的纯水中，边搅拌边加热至液体沸腾。[0039]24层纱布过滤煮好的液体，往浸出液中按表2.1的配比加入上述物质，用纯水定容至lOOOmL。[0040]3121°C，20min，高压灭菌。[0041]4取出灭菌后的培养基，于超净工作台中倒入以一定角度倾斜放置的无菌试管中，待其凝固即制成斜面培养基，可用于培养白叶枯病原菌。[0042]3水稻的种植[0043]1将日本晴水稻种子放入组培瓶中，加入一定体积20%-40%的漂渍液，置于摇床上表面消毒1小时左右。然后清洗水稻种子数遍，直至把种子表皮吸附的漂渍液除去。[0044]2用纯水浸泡洗净的水稻种子，放在28°C恒温生化培养箱中培养，期间每天早晚各换一次水，一般2-3天后种子即可发芽、生根。[0045]3把萌发的水稻种子埋入湿度适宜的土壤中，放入水稻房中进行培养。水稻房设置的条件为:温度27°C，相对湿度70%，10小时光照14小时黑暗（周期循环）。[0046]⑷经过25天左右，水稻植株生长到5、6叶期时即可用于实验处理。[0047]注意:在水稻生长过程中，在避免土壤干旱的同时，最初每天只需少量浇水，以促进其根的生长，待幼苗适应周边土壤环境后，可适当增加浇水的体积。[0048]4白叶枯病原菌的活化[0049]斜面接种是从已经生长好的菌种斜面上挑取少量菌种移至另一支新鲜斜面培养基上的一种移种方法，通常用于菌种的活化。为避免污染菌株，整个过程须在超净工作台中进行。[0050]1在酒精灯提供的无菌区内，用灭菌接种环伸入之前保存的白叶枯病原菌培养管内，轻轻挑取用少量菌体，然后将接种环移出培养管，注意不要触碰到管壁。取出后应避免带菌接种环太过靠近火焰，以防烧死菌种。[0051]2迅速将沾有菌种的接种环伸入另一含固体培养基的斜面培养管内，于培养基表面自下而上作“Z”形蜿蜒划线。此过程应注意控制力度，避免划破培养基。[0052]3接种完成之后，用酒精灯火焰灭菌培养管口，并塞上棉塞。[0053]⑷置于28°C恒温生化培养箱中培养3天左右，使细菌充分活化。[0054]5白叶枯病原菌液的配制[0055]白叶枯病原菌液是在实验中用于接种植物的含一定密度细菌的溶液，作为植物的白叶枯病感染源。[0056]1从恒温生化培养箱中取出带有活化的白叶枯病原菌的培养管。[0057]2加入适量灭菌水于培养管内，置于恒温培养振荡器中小摇约十分钟28°C，使菌体充分分散于无菌水中，再将固体培养基上的菌液倒入已灭菌的50mL离心管中，将菌液与培养基分离，即配成白叶枯病原菌母液。[0058]3用无菌水将母液慢慢稀释，以灭菌水作为参照，使用分光光度计测定菌液OD值，使其㈤_介于〇.2〜0.5之间，此即白叶枯病原菌工作液。[0059]4为了在接种过程中让菌液与植物叶片充分接触，可在病原菌工作液中加入0.2%。的表面活性剂吐温-20Tween-20。同样，在对照无菌水中也加入相同浓度的Tween-20〇[0060]6白叶枯病原菌接种水稻的方法[0061]1右手持灭菌剪刀蘸取离心管中的白叶枯病原菌液，左手轻轻夹住待接种的水稻叶片，然后于植株叶片距离顶端约3cm处缓缓剪下叶尖部分。剪刀上的菌液随即通过伤口进入植物组织。为使菌液充分接触叶片伤口，带有菌液的剪刀在剪取植物叶片时可保持一定程度的倾斜状态，使菌液由于重力作用顺着剪刀流向叶片伤口，有利于加速白叶枯细菌对水稻植株的侵染作用。[0062]2每完成一次接种，都需将剪刀重新伸入离心管中蘸取菌液，然后再对下一叶片进行接种。每株水稻接种两片完全展开的叶片。[0063]3对水稻接种白叶枯病原菌时要按一定的顺序如从左到右进行，不可再接触已接种过菌液的植株叶片，直至接种完毕。[0064]⑷对照组则用同样的方法对水稻植株接种无菌水。[0065]7水稻种子的消毒[0066]点种（即将种子点在培养基上是一个需要保证无菌的过程，须在超净工作台中进行。为防止种子表面携带的微生物污染培养基，需对种子进行消毒处理，具体操作如下：[0067]1取所需数量的日本晴种子，利用小型去壳机去除种子表皮。[0068]2将去壳后的种子放入75%的乙醇溶液中消毒lmin。[0069]3倒掉乙醇溶液，用无菌水清洗种子3-5遍。[0070]4再将种子放入含20-30%的漂渍液的离心管内，保持迅速晃动离心管20-30min，使种子与漂渍液充分接触。[0071]5弃漂渍液，再次用无菌水置换掉种子表面残留的漂渍液，一般需要重复6-9遍，直至清洗过种子的溶液不再产生泡沫为止。[0072]⑹倒掉灭菌水，将种子放在灭过菌的滤纸上吸干表面水分。[0073]⑺用灭过菌的镊子轻轻夹住清洗过的干燥种子，放在培养基上。[0074]8水稻体内激素的提取[0075]水稻叶片激素的提取方法具体步骤如下：[0076]1将水稻样品放入含液氮的研钵中充分研磨至粉末状，精确称量其质量后转移至2mL离心管中。每个样品约50mg，需准备3-5个重复。因植物激素易分解，故须确保提取过程中样品一直处于低温状态。[0077]2每管加入50yL含各种激素内标（Internalstandards混合工作液（lngμΐ。一定要确保将指定量的内标混合物工作液精确转移到每个样品中，因为所有的定量测定都是基于内标混合物的精确添加。[0078]3每管加入500yL提取液异丙醇H2O浓盐酸=2:1:0.005，V〇1V〇1V〇1。如果一开始使用了超过50mg的样品，则需要调节溶剂体积，保持样品质量与溶剂体积的比例为1:10mgmL。[0079]⑷放入超声波清洗仪中超声30min保持低温状态）。[0080]5将含有样品的离心管置于旋转混匀仪上，120rpm，30min，4°C。[0081]⑹每管加入ImL二氯甲烷，再次放在旋转混匀仪上，120rpm，30min，4°C。[0082]7将样品放于冷冻离心机内。离心，12000g，15min，4°C。经过离心分离后，液体分成了两层，植物碎片介于两相之间。[0083]8将〜ImL下层液体转移至2mL离心管中。使用氮吹仪干燥样品。样品保存于-80°C超低温冰箱.[0084]LCMS上机前样品准备工作：[0085]9每管中加入120yL纯甲醇复溶样品，放于振荡器上不断振荡至样品完全溶解，大约需要5-10min。[0086]10离心约9s，于每管中加入80yLdH20,混匀后再次顺时短暂离心。[0087]11用注射器吸取离心管中液体通过滤头过滤除去杂质，将滤液转移至色谱瓶中的内衬管内，用于LCMS上样分析。[0088]9水稻植株代谢物的提取[0089]水稻叶片代谢物的提取具体步骤如下：[0090]1取约IOOmg水稻样品倒入液氮预冷的研钵中低温研磨，至叶片磨碎成粉末状态后迅速转移至2mL离心管中，精确称量样品质量，每个样品准备3-5个重复。[0091]2每管加入HOOyL100%色谱级甲醇_20°C预冷），振荡10s。[0092]3每管加入60yL核糖醇Ribitol溶液0.2mgRibitolmLdH20作为内部定量标准，振荡l〇s。[0093]4将含有样品的离心管放于水浴锅中孵育10min，70°C，期间可手动摇晃使样品粉末均匀分散于液体之中。[0094]5离心，IlOOOg，IOmin。[0095]⑹将上清转移至IOmL玻璃管中。[0096]⑺每管加入750yL色谱级氯仿_20°C预冷）。[0097]⑻每管加入1500yLddH204°C预冷），振荡10s。[0098]⑼离心，2200g，15min。[0099]10转移200-300yL上层液体极性相至新的1.5mL离心管中。[0100]11用移液枪再次吸取一份等体积的上清液至另一离心管中，作为备份。[0101]12于氮吹仪中干燥样品无需加热）。[0102]13样品置于-80°c超低温冰箱中可保持3个月。[0103]衍生化作用Derivatization--GCMS上机前样品准备工作：[0104]14将样品置于冷冻冻干机中充分干燥30min。[0105]15每管加入40yLMethoxyaminationreagent配制方法：将MethoxyaminehydrochIoride溶于纯卩比啶中，浓度为20mgmL，此试剂须现配现用）。因衍生化试剂剧毒，故此过程须在通风橱内进行。[0106]16放于37°C恒温培养振荡器内振荡2h。[0107]17放入离心机中顺时离心约9s。[0108]18每管加入70yLMSTFA试剂。[0109]19放于37°C恒温培养振荡器内振荡30min。[0110]20放入离心机中顺时离心约9s。[0111]21将试管内液体转移至色谱瓶的内衬管内，进行GCMS上机分析。[0112]实施例2本发明的化合物SPB在水稻和病原菌互作中的作用[0113]选择300μΜμπιο1υ作为传统植物激活剂BTH的使用浓度。选择10μΜ、50μΜ、100μΜ这三种浓度进行梯度筛选，确保它们在诱导植物产生抗性的同时对植物本身并无伤害。BTH母液用丙酮Acetone作为溶剂配制，SPB直接用水溶解。因此，BTH的对照是0.3%丙酮处理组，而SPB的对照为H2O处理组。采用叶片表面喷施法对水稻植株进行植物激活剂预处理。分别对6组日本晴水稻单独喷施0.3%Acetone、300yMΒΤΗ、Η20、10μΜSPB、50yMSPBUOOyMSPB，5天后观察植物表型。如图1所示，上述各个浓度的植物激活剂处理组水稻叶片与对照组相比并无明显差异，可见，300μΜΒΤΗ、ΙΟΟμΜ以内的SPB均不会对植物体造成伤害作用。[0114]预处理化合物SPB的水稻植株对稻痕菌Magnaporthegrisea的反应[0115]将生长状态相似的5-6叶期日本晴水稻幼苗分成4组，分别喷施一定体积的不同浓度植物激活剂溶液及其对照试剂:Η20、10μΜSPB、50yMSro、100yMSro，3天后接种稻瘟菌，接菌后7天调查病情。[0116]各处理组植株受该真菌侵染后的表型显示，相比于对照组，所有化合物SPB预处理组均表现出易感于稻瘟菌的表型，并且高浓度组（1〇〇μΜ预处理植株比低浓度组（10μΜ和50μΜ对稻瘟菌更为易感。[0117]SPB预处理的水稻受白叶枯细菌侵染后的反应[0118]对不同组日本晴水稻喷施不同浓度的各种植物激活剂（Η20、10μΜSPB、50yMSPB，3天后再对预先处理的植株接种白叶枯病原菌，并于接菌后14天测量并统计叶片病斑长度。结果显示，经过1〇μΜ和50μΜ的SPB预处理并接种该细菌的植物叶片病斑长度相比于对照组显著缩短，并且这两个浓度产生的效果无明显差异。说明不论是IOyM还是50μΜ的SPB均能够有效的抑制病斑的扩散。[0119]采取日本晴水稻-白叶枯细菌的互作为研究体系，利用灭菌剪刀蘸取菌液剪切叶片的方式进行接菌实验。设置五种处理方式，它们分别是：第一组（空白溶剂组预先喷施0.3%Acetone作为BTH组的对照，第二组预先喷施300μΜBTH，第三组对照Mock组预先喷施无菌水作为SPB组的共同对照，第四组预先喷施ΙΟμΜSPB。经过上述处理后3天，分别把各组植物分成两份，一份用来接种白叶枯细菌，另一份则接种无菌水作为接菌处理的阴性对照。在接菌处理后14天测量、记录并统计各处理组内由白叶枯病原菌引发的植物叶片病斑长度，作为指示病情严重程度的一个指标。结果如图2所示，相比于各自对照组，300μΜΒΤΗ、ΙΟμΜSPB预处理组植株受白叶枯病原菌侵染后的病斑长度显著降低，说明它们都能诱导植物产生抗性。[0120]接菌后水稻植株激素含量的变化[0121]在经过植物激活剂处理3天后对各组水稻植株接种白叶枯细菌，即本实验一共存在4种处理方式，它们分别是：0·3%Acetone+Xoo，300μΜBTH+Xoo，H2OXoo，ΙΟμΜSPB+Xoo，然后对接菌后5天的各组植株进行取材、提取并检测激素含量。结果如图3所示，其中，对分别经过0.3%Acetone、300yMΒΤΗ、Η20、ΙΟμΜSPB处理三天的日本晴水稻幼苗接种白叶枯病原菌[0D_=0.2〜0.5]，接菌后一天通过LC-MS检测植物体内几种激素SA㈧、SAG⑻、ABAC、JAD、JA-IleE、0PDA⑻的含量。图3中，A-X:0.3%Acetone+Xoo;B-X:300yMBTH+Xoo;H-X:H2O+X00;S-X:ΙΟμΜSPB+Xoo。运用PLSD-test进行数据分析，不同字母代表具有显著差异P〈〇.〇5。[0122]如图所示，对于传统植物激活剂而言，相比于0.3%Acetone+Xoo组，300μΜBTH+Xoo组植物体内SA含量上升，JA-Ile有所下降，其余激素含量则无明显变化。相比于对照组H2OXoo，ΙΟμΜSPB+Xoo组植株体内JA-IIe、OPDA的含量均显著提高。[0123]SPB对水稻生长状态的影响[0124]传统植物激活剂BTH虽能诱发植物对病原菌的抗性，但同时也会对植物的生长发育产生不利影响，如造成植物生长缓慢以及植株矮小等。在5组含相同体积0.15%Agar培养基的组培瓶内加入对照试剂或不同植物激活剂至各组终浓度分别为:0.3%AcetoneBTH组的对照），300μΜΒΤΗ，10μΜSPB，50yMSPB，100yMSPB，第6组无需添加任何试剂（相当于H2O处理），为SPB组的对照。然后在各组组培瓶内加入相同数量已经去壳并消毒过的日本晴水稻种子，在正常光照条件下经过14天后统计各组植株的株高以及根长，作为展示植物生长状态的指标。结果如图4所示。统计结果显示，相比于对照0.3%Acetone处理组，300μΜBTH处理组的日本晴水稻的株高和根长明显变短。说明300μΜBTH对植物的生长存在明显的抑制作用。对于SPB处理组，就浓度ΙΟμΜ而言，无论是株高还是根长与对照H2O处理组相比均无差异。不过，SPB组随着处理的浓度不断增大，对植物生长也会产生不利影响。使用浓度大于50μΜ便会抑制植株生长，浓度越大，抑制作用越明显，但总的来说抑制作用不似BTH处理组植株那般强烈。此外，300μΜBTH处理组水稻植株的侧根数量明显少于对照组，充分体现其对植物根系统发育的抑制作用，而在ΙΟμΜSPB处理组中未发现此现象。[0125]SPB对水稻体内初级代谢物的含量的影响[0126]将消毒过的去壳水稻种子放入含有相应浓度各种试剂[0.3%ACet0ne，300yMΒΤΗ，10μΜSPB，H20即不添加试剂]的0.15%Agar上培养两周后取水稻幼苗茎上部分液氮研磨并进行代谢物的提取工作，经过衍生化处理硅烷化）后利用GC-MS检测平台对样品进行检测和分析。本实验中使用的植物体内代谢物的提取方法主要适用于检测初级代谢物，如氨基酸类、糖类以及有机酸类衍生物等。[0127]图5展示了三种有机酸含量的变化:琥Ϊ白酸（SuccinicacidButanedioicacid、苹果酸Malicacid、苏糖酸Threonicacid。从图中可以看出，上述几种有机酸含量在300μΜBTH处理组中均明显下降，与之前检测的糖类和多数氨基酸的变化趋势基本一致。相比于对照组而言，三种有机酸含量在1〇μΜSPB处理组中均呈现明显的上升趋势。[0128]可见，化合物SPB可诱导植物抗病基因的表达，提高植物抗性以抵御病原菌的侵染，同时不抑制植物根部和幼苗的生长。化合物SPB在一定程度上还促进植物体内多种初级代谢物的合成，特别是有机酸类物质琥珀酸、苹果酸以及苏糖酸的合成。[0129]以上仅是本发明的具体应用范例，对本发明的保护范围不构成任何限制。除上述实施例外，本发明还可以有其他实施方式。凡采用等同替换或等效变换形成的技术方案，均落在本发明所要求保护的范围之内。

权利要求：1.一种类嘧啶化合物在促进水稻体内代谢物合成及激素水平中的应用，其特征在于，所述类嘧啶化合物为6-甲氧基甲基-2-[5-三氟甲基-2-吡啶基]嘧啶-4-醇。2.根据权利要求1所述的应用，其特征在于，所述代谢物为有机酸类。3.根据权利要求2所述的应用，其特征在于，所述代谢物包括琥珀酸、苹果酸、苏糖酸中的一种或多种。4.根据权利要求1所述的应用，其特征在于，所述激素为茉莉酸异亮氨酸和或12-氧-植物二烯酸。5.—种组合物，其包含类嘧啶化合物作为活性成分，其中，所述类嘧啶化合物为6-甲氧基甲基-2-[5-三氟甲基-2-吡啶基]嘧啶-4-醇。6.根据权利要求5所述的组合物，其特征在于，所述组合物还包含水作为溶剂。7.—种促进水稻体内代谢物合成及激素水平的方法，其特征在于，将类嘧啶化合物溶于水后，施用于植物的叶面或根部，其中，所述类嘧啶化合物为6-甲氧基甲基-2-[5-三氟甲基-2-吡啶基]嘧啶-4-醇。8.根据权利要求7所述的方法，其特征在于，施用所述类嘧啶化合物的浓度为ΙΟμΜ至100μΜ〇

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